СРАВНЕНИЕ ПРОФИЛЯ БЕЛКОВ ПЛЕРОЦЕРКОИДОВ ЦЕСТОДЫ TRIAENOPHORUS NODULOSUS ИЗ РАЗЛИЧНЫХ ПРОМЕЖУТОЧНЫХ ХОЗЯЕВ

Альбина Александровна Кочнева, Екатерина Витальевна Борвинская, Дарья Сергеевна Бедулина, Ирина Викторовна Суховская, Albina Kochneva, Ekaterina Borvinskaya, Darya Bedulina, Irina Sukhovskaya

Аннотация


 Исследован спектр белков паразитических цестод Triaenophorus nodulosus (стадия плероцеркоида), извлеченных из печени разных видов рыб: окуня Perca fluviatilis L., ерша Gymnocephalus cernuus L. и налима Lota lota L. При сравнении белковых экстрактов после разделения методом двумерного электрофореза были выявлены 18 белков, концентрация которых статистически значимо различалась у личинок из разных видов рыб. С помощью масс-спектрометрических методов (MALDI-TOF/TOF, LC–S) из них удалось идентифицировать четыре белка: фермент углеводного обмена триозофосфатизомеразу, компоненты микротрубочек субъединицы тубулина α и β и сигнальную молекулу G-белок. Повышенное содержание компонентов сигнального пути G-белковой регуляции цитоскелета и клеточной морфологии (тубулинов и G-белка) у плероцеркоидов из окуня по сравнению с плероцеркоидами из налима может свидетельствовать о более динамичном цитоскелете, более активных процессах пролиферации и дифференцировки клеток и, возможно, большей степени зрелости личинок из этого вида рыб. Более высокий уровень экспрессии ключевого фермента гликолиза и передачи сигнала триозофосфатизомеразы у плероцеркоидов окуня по сравнению с плероцеркоидами из налима указывает на большую метаболическую активность в тканях личинок из окуня. Полученные результаты свидетельствуют, что среда обитания оказывает влияние на содержание некоторых белков плероцеркоидов T. nodulosus.


Ключевые слова


протеомика; гельминты; Triaenophorus; Cestoda; промежуточные хозяева.

Полный текст:

PDF

Литература


Аникиева Л. В. Морфологическая изменчивость цестод рода Proteocephalus (Cestoda, Proteocephalidae) при паразитировании в факультативных хозяевах // Паразитология. 1995. Т. 29, № 6. С. 505–510.

Аникиева Л. В. Принципы популяционной морфологии в систематике цестод // Проблемы цестодологии. 1998. С. 33–40.

Аникиева Л. В., Доровских Г. Н. Полиморфизм и внутривидовая изменчивость специфичного паразита корюшек – цестоды Proteocephalus tetrastomus (Rudolphi, 1810) (Cestoda: Proteocephalidea) // Паразитология. 2009. Т. 43, № 4. С. 309–316.

Аникиева Л. В., Иешко Е. П., Лебедева Д. И. Морфологическая изменчивость цестоды Proteocephalus

percae (Müller 1780), паразитирующей у сиговых рыб

// Паразитология. 2015. Т. 49, № 3. С. 160–170.

Гиченок А. А. Изменчивость и фенотипическое разнообразие скребня Echinorhychus gadi (Acanthocephala)

из двух видов беломорских рыб // Зоологический журнал. 1995. Т. 74, № 8. С. 15–62.

Жигилева О. Н. Взаимосвязь зараженности гельминтами и генетического разнообразия популяций животных: Автореф. дис. … докт. биол. наук. Тюмень, 2017. 415 с.

Крылов Ю. М. Активность ЛДГ и изменение спектра ее изоферментов в печени леща Abramis brama при паразитировании плероцеркоидов цестоды Digramma interrupta // Паразитология. 1993. Т. 27, № 4. С. 332–335.

Куперман Б. И. Ленточные черви рода Triaenophorus

– паразиты рыб (экспериментальная систематика, экология). Л.: Наука, 1973. 207 c.

Иешко Е. П. Популяционная биология гельминтов рыб. Л.: Наука, 1988. 118 с.

Alberts B., Bray D., Lewis J., Raff M., Roberts K., Watson J. D. Molecular biology of the cell (third edition). New York; London: Garland Publ., 1994. 1361 p. doi: 10.1016/0307–4412(94) 90059–0

Bradford M. M. A Rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Analytical biochemistry. 1976. Vol. 72. P. 248–254. doi: 10.1016/0003-2697(76)90527-3

Cui S. J., Xu L. L., Zhang T., Xu M., Yao J., Fang C. Y., Feng Z., Yang P. Y., Hu W., Liu F. Proteomic characterization of larval and adult developmental stages in Echinococcus granulosus reveals novel insight into host – parasite interactions // J. Proteom. 2013. Vol. 84. P. 158–175. doi:

1016/j.jprot.2013.04.013

De la Torre Escudero E., Manzano-Román R., Valero L., Oleaga A., Pérez-Sánchez R., Hernández-González A., Siles-Lucas M. Comparative proteomic analysis of Fasciola hepatica juveniles and Schistosoma bovis schistosomula // J. Proteom. 2011. Vol. 74. P. 1534–1544. doi: 10.1016/j.jprot.2011.05.024

GO Consortium. Expansion of the Gene Ontology knowledgebase and resources // Nucleic Acids Research.

Vol. 45. P. 331–338. doi: 10.1093/nar/gkw1108

Krautz-Peterson G., Simoes M., Faghiri Z., Ndegwa D., Oliveira G., Shoemaker C. B., Skelly P. J. Suppressing glucose transporter gene expression in schistosomes impairs parasite feeding and decreases survival in the mammalian host // PLoS Pathog. 2010. Vol. 6, no. 6. e1000932. doi: 10.1371/journal. ppat.1000932

Kuchta R., Vlcková R., Poddubnaya L. G., Gustinelli A., Dzika E., Scholz T. Invalidity of three Palaearctic species of Triaenophorus tapeworms (Cestoda: Pseudophyllidea):

evidence from morphometric analysis of scolex hooks // Folia Parasitol (Praha). 2007. Vol. 54, no. 1. P. 34–42. doi: 10.14411/fp.2007.005

Laemmli U. K. Most commonly used discontinuous buffer system for SDS electrophoresis // Nature. 1970. Vol. 227. P. 680–685.

Neves S. R., Ram P. T., Iyengar R. G protein pathways // Science. 2002. Vol. 296. P. 1636–1639. doi: 10.1126/science.

O’Farrell P. H. High resolution two-dimensional electrophoresis

of proteins // J. Biol. Chem. 1975. Vol. 250, no. 10. P. 4007–4021.

Schappi J. M., Krbanjevic A., Rasenick M. M. Tubulin, actin and heterotrimeric G proteins: coordination of signaling and structure // Biochim. Biophys. Acta. 2014. Vol. 1838, no. 2. P. 674–681. doi: 10.1016/j.bbamem.2013.08.026

Van Putten W. F., Biere A., Van Damme J. M. M. Host-related genetic differentiation in the anther smut fungus Microbotryum violaceum in sympatric, parapatric and allopatric populations of two host species Silene latifolia and S. dioica // J. Evol. Biol. 2005. Vol. 18, no. 1. Р. 203–212. doi: 10.1111/j.

-9101.2004.00771.x

Victor B., Kanobana K., Gabrie S., Polman K., Deckers N., Dorny P., Deelder A. M., Palmblad M. Proteomic analysis of Taenia solium metacestode excretion – secretion proteins // Proteomics. 2012. Vol. 12. P. 1860–1869. doi: 10.1002/pmic.

Wang Y., Cheng Z., Lu X., Tang C. Echinococcus multilocularis: Proteomic analysis of the protoscoleces by two-dimensional electrophoresis and mass spectrometry // Experimental Parasitology. 2009. Vol. 123, no. 2. P. 162–167. doi: 10.1016/j.exppara.2009.06.014

Yu J. Z., Dave R. H., Allen J. A., Sarma T., Rasenick M. M. Cytosolic G {alpha} s acts as an intracellular messenger to increase microtubule dynamics and promote neurite outgrowth // J. Biol. Chem. 2009. Vol. 284, no. 16. P. 10462–10472. doi: 10.1074/jbc. M809166200

References in English

Anikieva L. V. Morfologicheskaya izmenchivost’ tsestod roda Proteocephalus (Cestoda, Proteocephalidae) pri parazitirovanii v fakul’tativnykh khozyaevakh [Morphological variability of cestodes of the genus Proteocephalus (Cestoda, Proteocephalidae) parasitizing in facultative hosts]. Parazitologiya [Parasitology]. 1995. Vol. 29, no. 6. P. 505–510.

Anikieva L. V. Printsipy populyatsionnoi morfologii v sistematike tsestod [Principles of population morphology in the systematics of cestodes]. Probl. tsestodologii [Issues of Cestodology]. 1998. P. 33–40.

Anikieva L. V., Dorovskikh G. N. Polimorfizm i vnutrividovaya

izmenchivost’ spetsifichnogo parazita koryushek – cestody Proteocephalus tetrastomus (Rudolphi, 1810) (Cestoda: Proteocephalidea) [Polymorphism and intraspecific variability of a specific parasite of smelt – cestodes Proteocephalus tetrastomus (Rudolphi, 1810) (Cestoda: Proteocephalidea)]. Parazitologiya [Parasitology]. 2009. Vol. 43, no. 4. P. 309–316.

Anikieva L. V., Ieshko E. P., Lebedeva D. I. Morfologicheskaya

izmenchivost’ tsestody Proteocephalus percae (Müller 1780), parazitiruyushchei u sigovykh ryb [Morphological variability of whitefish parasite cestode Proteocephalus percae (Müller 1780)]. Parazitologiya [Parasitology]. 2015. Vol. 49, no. 3. P. 160–170.

Gichenok A. A. Izmenchivost’ i fenotipicheskoe raznoobrazie skrebnya Echinorhychus gadi (Acanthocephala) iz dvukh vidov belomorskikh ryb [Variability and phenotypic diversity of acanthocephala Echinorhychus gadi (Acanthocephala) from two species of the White Sea fish]. Zool. zhurn. [Zool. J.]. 1995.

Vol. 74, no. 8. P. 15–62.

Ieshko E. P. Populyatsionnaya biologiya gel’mintov ryb [Population biology of fish helminths]. Leningrad: Nauka, 1988. 118 p.

Krylov Yu. M. Aktivnost’ LDG i izmenenie spektra ee izofermentov v pecheni leshcha Abramis brama pri parazitirovanii plerotserkoidov tsestody Digramma interrupta

[LDH activity and changes in the spectrum of its isoenzymes

in the liver of Abramis brama bream infected by plerocercoids of cestoda Digramma interrupta]. Parazitologiya [Parasitology]. 1993. Vol. 27, no. 4. P. 332–335.

Kuperman B. I. Lentochnye chervi roda Triaenophorus – parazity ryb (eksperimental’naya sistematika, ekologiya) [Tapeworms of the genus Triaenophorus are parasites of fish (experimental systematics, ecology)]. Leningrad: Nauka, 1973. 207 p.

Zhigileva O. N. Vzaimosvyaz’ zarazhennosti gel’mintami i geneticheskogo raznoobraziya populyatsii zhivotnykh[Interrelation of helminth infection and genetic diversity of animal populations]: Summary of DSc (Dr of Biol.) thesis. Tyumen’, 2017. 415 p.

Alberts B., Bray D., Lewis J., Raff M., Roberts K., Watson J. D. Molecular biology of the cell (third edition). New York; London: Garland Publ., 1994. 1361 p. doi: 10.1016/0307-4412(94)90059-0

Bradford M. M. A Rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 1976. Vol. 72. P. 248–254. doi: 10.1016/0003-2697(76)90527-3

Cui S. J., Xu L. L., Zhang T., Xu M., Yao J., Fang C. Y., Feng Z., Yang P. Y., Hu W., Liu F. Proteomic characterization of larval and adult developmental stages in Echinococcus granulosus reveals novel insight into host – parasite interactions. J. Proteom. 2013. Vol. 84. P. 158–175. doi: 10.1016/j.jprot.2013.04.013

De la Torre Escudero E., Manzano-Román R., Valero L., Oleaga A., Pérez-Sánchez R., Hernández-González A., Siles-Lucas M. Comparative proteomic analysis of Fasciola hepatica juveniles and Schistosoma bovis schistosomula. J. Proteom. 2011. Vol. 74. P. 1534–1544. doi: 10.1016/j.jprot.2011.05.024

GO Consortium. Expansion of the Gene Ontology

knowledgebase and resources. Nucleic Acids Research. 2017. Vol. 45. P. 331–338. doi: 10.1093/nar/gkw1108

Krautz-Peterson G., Simoes M., Faghiri Z., Ndegwa D., Oliveira G., Shoemaker C. B., Skelly P. J. Suppressing glucose transporter gene expression in schistosomes impairs parasite feeding and decreases survival in the mammalian host. PLoS Pathog. 2010. Vol. 6, no. 6. e1000932. doi: 10.1371/journal. ppat.1000932

Kuchta R., Vlcková R., Poddubnaya L. G., Gustinelli A., Dzika E., Scholz T. Invalidity of three Palaearctic species of Triaenophorus tapeworms (Cestoda: Pseudophyllidea):

evidence from morphometric analysis of scolex hooks. Folia Parasitol (Praha). 2007. Vol. 54, no. 1. P. 34–42. doi: 10.14411/fp.2007.005

Laemmli U. K. Most commonly used discontinuous buffer system for SDS electrophoresis. Nature. 1970. Vol. 227. P. 680–685.

Neves S. R., Ram P. T., Iyengar R. G protein pathways. Science. 2002. Vol. 296. P. 1636–1639. doi:

1126/science.1071550

O’Farrell P. H. High resolution two-dimensional electrophoresis

of proteins. J. Biol. Chem. 1975. Vol. 250, no. 10. P. 4007–4021.

Schappi J. M., Krbanjevic A., Rasenick M. M. Tubulin, actin and heterotrimeric G proteins: coordination of signaling and structure. Biochim. Biophys. Acta. 2014. Vol. 1838, no. 2. P. 674–681. doi: 10.1016/j.bbamem.2013.08.026

Van Putten W. F., Biere A., Van Damme J. M. M. Host-related genetic differentiation in the anther smut fungus Microbotryum violaceum in sympatric, parapatric and allopatric populations of two host species Silene latifolia and S. dioica. J. Evol. Biol. 2005. Vol. 18, no. 1. Р. 203–212. doi: 10.1111/j.

-9101.2004.00771.x

Victor B., Kanobana K., Gabrie S., Polman K., Deckers N., Dorny P., Deelder A. M., Palmblad M. Proteomic analysis of Taenia solium metacestode excretion – secretion proteins. Proteomics. 2012. Vol. 12. P. 1860–1869. doi: 10.1002/pmic.

Wang Y., Cheng Z., Lu X., Tang C. Echinococcus multilocularis: Proteomic analysis of the protoscoleces by two-dimensional electrophoresis and mass spectrometry. Experimental Parasitology. 2009. Vol. 123, no. 2. P. 162–167. doi: 10.1016/j.exppara.2009.06.014

Yu J. Z., Dave R. H., Allen J. A., Sarma T., Rasenick M. M. Cytosolic G {alpha} s acts as an intracellular messenger to increase microtubule dynamics and promote neurite outgrowth. J. Biol. Chem. 2009. Vol. 284, no. 16. P. 10462–10472. doi: 10.1074/jbc. M809166200




DOI: http://dx.doi.org/10.17076/eb899

Ссылки

  • На текущий момент ссылки отсутствуют.


© Труды КарНЦ РАН, 2014-2019